生理学实验报告
实验一 不同刺激频率对骨骼肌收缩的影响
一、 实验目的
1. 观察不同刺激强度对肌肉收缩的影响。
2. 理解阈刺激、阈上刺激和最大刺激的概念，理解收缩张力对刺激强度曲线形成的机理。
3. 观察不同刺激频率对肌肉收缩的影响，理解强直收缩的机理。 二、实验原理
肌肉受到一次阈上刺激而产生的一次收缩为单收缩，其过程可分为三个时相，即潜伏期、缩短期与舒张期 。肌肉受到连续的阈上刺激时，如果刺激间隔小于单收缩的时程，相邻两单收缩的时相会出现融合，表现为强直收缩现象。如果表现为每次收缩的开始发生在上次收缩的舒张期，称不完全强直收缩，如果表现为每次收缩的开始发生在上次收缩的缩短期，称完全强直收缩。 三．实验器材
蟾蜍，蛙板，常用手术器械一套，BL -420 生物机能实验系统，铁支架，肌槽，张力换能器，任氏液等。 四．实验步骤
腓肠肌的单收缩与强直收缩记录： 1. 制备蟾蜍的坐骨神经-腓肠肌标本。
2. 将坐骨神经-腓肠肌标本的股骨部分插入肌槽的固定孔内，拧紧固定螺丝，将坐骨神经放在电极上，将跟腱上的结扎线与张力换能器相连。
3. 用 BL - 420 生物机能实验系统记录单收缩和强直收缩，步骤如下：
（1） 将张力换能器在肌槽的上方与肌槽平行地圈定于铁支架上，将标本上的结扎线缚于张力换能器悬梁臂上，将换能器输出插头连于 BL - 420 生物机能实验系统。
（2） 将 BL - 420 生物机能实验系统的输出电极连于肌槽电极上。选择采样频率、显示方式 、显示通道 、时间常数、高频滤波，记录时选择刺激标记。
（3） 选择单刺激方式，合适的刺激强度、刺激时间 、扫描速度 、纵向放缩和刺激标记，记录单收缩曲线。
（4）选择连续刺激方式 ，参考单刺激的刺激强度 、刺激时间 、纵向放缩 、刺激标记，调节刺激时间间隔和扫描速度，分别记录不完全强直收缩曲线和完全强直收缩曲线。 （5）将记录曲线保存。 五. 实验结果及分析：
在一定范围内，随着刺激强度的增加，骨骼肌的收缩强度也随着增加。 当刺激的频率很慢时，肌肉的每一次收缩是独立的，彼此分开的，即单收缩。随着刺激频率的加快，前次刺激引起的收缩还未完全舒张时，新的刺激已到达肌肉，于是肌肉在自身尚处于一定程度的缩短和张力的基础上产生新的收缩，曲线呈锯齿形即为不完全强直性收缩。
当阈上刺激频率进一步加快时，前一次刺激引起的收缩还未到达顶点时，新的刺激已到达肌肉，于是肌肉在此基础上产生新的收缩，形成收缩力的叠加，曲线的锯齿形消失，即为完全强直性收缩。
实验二 离体蛙心灌流
一．实验目的
1. 学习两栖类动物离体心脏的灌流方法，掌握斯氏（Straub）插管法，了解八木氏插管法。
2. 证明心肌具有自动节律性收缩的生理特性。
3. 观察 Na+、Ca2+ 、K+、肾上腺素 、乙酰胆碱对心脏活动的影响。 4. 理解内环境各种理化因素的相对恒定对于细胞进行正常生命舌动的重要意义。 二．基本原理
心脏离体后，仍能有节律地自动收缩、舒张，此为心肌的自动节律性。两栖类动物的心脏没有冠状动脉，心肌细胞直接从心腔中的血液中获得营养物质和氧气，因而可用斯氏插管法或八木氏插管法进行离体心脏灌流。灌流液的成分应同动物内环境的成分基本一致，用于两栖类动物心脏的灌流液为任氏液。始终有任氏液灌流于心腔，离体心脏可长时间地活动，改变灌流液的成分，则可引起心脏活动的改变。 三． 材料与器械
牛蛙，蛙心套管（斯氏套管或八木氏套管），套管夹，支架，双凹夹，滑轮，烧杯，常用手术器械，蛙板，蛙心夹，微机记录系统或二道记录仪，张力传感器，滴管，小烧杯，纱布，棉线，任氏液，0. 65% NaCl , 5% NaCl ,2% CaCl2 , 1% KCl, 1/5000肾上腺素，1/ 10000 乙酰胆碱。 四．实验步骤
1. 暴露心脏
取一只牛蛙，用探针破坏脑和脊髓。双毁髓后，将其仰卧于蛙板上，按实验25的方法暴露心脏。在腹面可以看到一个心室 ，其上方有两个心房。心室右上角连着一个动脉干，其根部膨大为动脉圆锥。动脉干向上分成左、右两支主动脉。用玻璃针从动脉干背部穿过，将心脏翻向头侧。在心脏背面两心房下面，有一个呈紫红色的膨大部分，为静脉窦，是两栖类动物心脏的起搏点。静脉窦前连左、右前腔静脉，后连一个后腔静脉；后腔静脉近窦处，有左、右肝静脉汇入 。 2. 离体心脏制备
1) 动脉切口 ：在动脉干分支处下方穿过一线，并打一活结留作固定套管用。在左主动脉下方穿过一线，稍离动脉干分支处结扎。左手提起左主动脉上的结扎线，右手用眼科剪在结扎线下方近动脉圆锥处、沿向心方向将左主动脉壁剪一“V” 斜口。
2）套管人室：取一尖端大小适宜的斯氏蛙心套管，加入少量任氏液 ，达套管内2-3 cm 高度即可。左手用小镊子夹住切口缘，轻轻上提，使切口扩大；右手持蛙心套管，自切口处插入动脉圆锥。然后，左手持左主动脉上的结扎线向后拉 ，右手推送蛙心套管，使之进入动脉圆锥。当套管尖端到达动脉圆锥基部时，应将套管稍稍后退，使尖端向动脉圆锥的背部后下方及心尖方向推进 。在心室收缩时，将套管经主动脉瓣间隙插人心室腔内。进人心室后，血液冲入套管，并使液面随心脏波动而上下移动。如果套管没有顺利插入心室 ，应改变方向慢慢试插，不可蛮用力。 如果套管已插入心室，应注意不可插的
过深，以免心室壁堵住套管口 。
3）固定套管：待套管尖端插入心室后，轻轻提起备用线，将左、右主动脉连同插入的套管用双结扎紧，再将结扎线固定在套管的小玻璃钩上，以防标本滑脱。用滴管吸去套管中的血液，更换新鲜任氏液。 4）游离心脏：先将结扎线上方的左、右主动脉剪断。然后轻轻提起套管和心脏，看清静脉窦的位置。于静脉窦下方剪断所有的组织，使心脏离体。在结扎和剪断时，切勿损伤静脉窦。用任氏液反复冲洗心室内的余血，使套管内的灌流液中不再有残留的血液。套管内任氏液液面高度应尽量保持一致，控制在2 cm左右较为适宜。 3. 固定蛙心标本
将插好离体心脏的套管固定在支架上，用蛙心夹夹住少许心尖部的肌肉。为了不使灌流液滴到传感器上，将蛙心夹上的系线绕过一个定滑轮与张力传感器相连。 4. 开启仪器
打开计算机采集系统，接通张力传感器输入通道。从显示器的“设置”菜单弹出“设计实验标记”对话框 ，选择“蛙心灌流”后，再从“实验项目”的“循环实验”中，选定“蛙心灌流”实验。 5. 实验记录
（1） 记录正常心搏曲线。
（2） 改用 0. 65 % NaCl溶液灌流，并作好加药标记 ，观察心搏变化。待曲线出现明显变化时，立即吸去套管中的灌流液，同时做好冲洗标记，并用新鲜任氏液清洗2-3 次，待心搏恢复正常。
（3）同法向套管内加入1-3滴2% CaCl2溶液，观察并记录心搏的变化。当出现明显变化时，立即更换任氏液，待心搏恢复正常（如果恢复迟缓，可反复冲洗）。
（4） 向套管中加入2 滴1% KCl 溶液，记录心搏曲线变化。当心搏曲线变化时同法更换灌流液，待心搏恢复正常。
（5） 同法记录套管中加人1-2滴肾上腺素溶液(1/5000）后心搏曲线的变化。
（6） 同法记录套管中加人1-2滴乙酰胆碱溶液(1/10000）后的心搏曲线的变化。 五．实验结果及分析
正常心搏曲线
分析：
1.蛙的正常心搏曲线是有稳定频率和强度的曲线，节律稳定； 2.加入NaCl溶液，细胞外液Ca2+浓度下降胞内Ca2+浓度减少，心肌的收缩能力降低，使收缩幅度减少，收缩频率减弱。
3. 加入CaCl2溶液，细胞外液Ca浓度升高，细胞兴奋时内流ca增加，心肌收缩力增强，收缩频率增强。
4. 细胞外K升高，K与Ca在细胞膜上有竞争性抑制，K抑制细胞膜对Ca转运导致进入细胞内Ca降低，心肌的兴奋收缩联过程减弱，心肌收缩力减弱。
5. 肾上腺素使得心肌收缩增强，收缩频率增加。
6. 乙酰胆碱可直接抑制Ca离子通道导致Ca离子内流降低，心肌收缩减弱。
实验三 小鼠脊髓半横切
一、 实验目的
观察小鼠脊髓半横切之后的表现，加深对脊髓功能的认识。 二、 实验原理
脊髓是神经系统的重要组成部分，其活动受脑的控制。来自四肢和躯干的各种感觉冲动，通过脊髓的上行纤维束，包括传导浅感觉，即传导面部以外的痛觉、温度觉和粗触觉的脊髓丘脑束、传导本体感觉和精细触觉的薄束和楔束等，以及脊髓小脑束的小脑本体感觉径路。一旦脊髓被切断，可导致切口一下相应部位的感觉或运动功能丧失。
三、 实验器材
小鼠、乙醚、蛙板、丝线、解剖刀、剪刀、眼科手术刀、镊子等。
四、 实验步骤
1. 用乙醚麻醉小鼠。
2. 将小鼠俯卧在蛙板上，剪去胸腰部背面的毛，分离肌肉，暴露椎骨。
3. 用大头针从椎骨（腰椎）中部插入，向一侧用力将脊髓划断，破坏一侧脊髓。
4. 待其苏醒后观察小鼠的运动状况。 五、 实验结果与分析
苏醒后，小鼠在桌面上做环状远动，不能直行，发生此现象是
因为破坏一侧脊髓，小鼠半身瘫痪，无法完成正常的直行。
实验四 家兔动脉血压的测定及某影响因素的观察
一．实验目的
1. 学会辨认家兔颈部颈总动脉、迷走神经、交感神经、减压神经。 2. 学会颈总动脉插管、直接测定和记录动脉血压的急性实验方法。 3. 观察影响动脉血压的几种因素。 二．实验原理
动脉血压的形成决定于两个主要的因素：心室收缩射血和外周阻力。因此，凡影响心室收缩射血和外周阻力的因素均可影响动脉血压。动脉血压的记录可在颈总动脉内插一玻璃管或硬塑料管，内充抗凝液体，并与压力换能器相连。压力换能器将血压信号转换成电信号输入生理信号记录系统。 三．实验材料与器材
家兔（体重1.5-2.5 kg），保温兔手术台，常用手术器械，压力换能器，BL - 420生物机能实验系统，双凹夹，气管插管，动脉套管，动脉夹，保护电极，纱布，棉球，丝线，注射器，生理盐水，3.8%柠檬酸钠，3%戊巴比妥钠，肾上腺素(1/ 10000） 四．实验步骤 1. 麻醉动物
取家兔一只，耳缘静脉注射戊巴比妥钠约15ml（配制浓度 3%，用量30mg/ kg体重）。注射时速度要慢，并注意观察动物情况。当动物四
肢松软，呼吸变深变慢，角膜反射迟钝时，表明动物已被麻醉，即可停止注射。 2. 固定与剪毛
将动物背位固定定于手术台上，剪去颈部手术野的被毛，即可进行手术。 3. 气管插管
紧靠喉头下缘 ，沿颈部正中线作一皮肤切口，长5-7 cm，用止血钳分离皮下结缔组织，首先看到胸锁乳突肌。再向下分离，使露出胸骨甲状肌和紧贴于气管上的胸骨舌骨肌。然后，用止血钳在正中线将胸骨舌骨肌分离，暴露出气管。于已暴露的气管下面用镊子穿一丝线，打一活结。在喉头下2-3cm 处作一“T”形切口，将与气管口径相近的气管插管向心方向插入气管中并用线结扎，并将余线固定于气管插管的分叉处，以防气管插管松脱。 4. 分离颈部血管、神经
在颈部，颈总动脉与迷走神经、交感神经、减压神经被结缔组织膜束在一起，形成血管神经束，位于气管外侧，其腹面被胸骨舌骨肌和胸骨甲状肌所覆盖。用止血钳分离上述肌肉之间的结缔组织，然后用左手拇指和食指轻轻捏住分离的肌肉和皮肤，稍向外翻，即可将血管神经束翻于食指之上，然后用弯头止血钳或玻璃针分离颈总动脉外的结缔组织膜，将动脉分离约 4 cm 长，即可穿线备用。注意 ：① 在分离及穿线时，切勿伤及其下的神经。②在颈总动脉近甲状腺处有甲状腺前动脉，分离时应稍靠其下，以免损伤。用同样方法分离出另一侧
颈总动脉，穿线备用。
轻轻提起右侧颈总动脉下的备用线，即可清楚看到3条粗细不同的神经：迷走神经最粗，呈白色，一般位于外侧，易于识别交感神经较细，略呈灰色，一般位于内侧，并用夹子夹住；减压神经最细，呈白色，一般位于迷走神经和交感神经之间。识别准确后，用玻璃解剖针沿纵向小心分离其外的结缔组织膜，一般先分离减压神经，然后再分离交感神经和迷走神经 。神经由周围组织中分离出 2 cm 左右即可穿线备用。手术完毕后，用蘸有温热生理盐水的纱布覆盖创面。 5. 插入动脉套管
在分离出来的左侧颈总动脉的远心端（尽可能靠头端），用丝线将动脉结扎。在颈总动脉之近心端处，用动脉夹将动脉夹住。于两者之间另穿一线，打一活结。在紧靠结扎处的稍后方用眼科剪在动脉上沿向心方向作一斜形切口（注意：切口大小约为管径的一半）。 将准备好的动脉套管由切口插人动脉管内，用备用线将套管尖端固定于动脉管内，并将余线结扎于套管的侧管上，以免滑脱。
动脉套管固定好后 ，经液压系统连压力换能器→生理信号记录系统，记录正常血压曲线（注意：压力换能器内应预先用注射器经三通管充满3.8%的柠檬酸钠）。 6. 观察项目
待血压稳定后，即可进行下列各项实验观察。每项实验进行前，都应先记录一段血压曲线作为对照 ，然后给予药物或刺 ，连续记录和观察结果。
（1）回拉颈动脉，观察血压变化，分析其原因。
（2）提起右侧颈总动脉的备用线，以动脉夹夹闭10-15 s ，观察血压变化，分析其原因。
（3）耳缘静脉注人 1/10000 的肾上腺素0. 3ml，观察血压变化。 五．实验结果及分析
回拉颈动脉
夹闭家兔一侧颈总动脉
注人 1/10000 的肾上腺素0. 3ml
实验五 影响尿生成的因素
一、实验目的
1. 学会用输尿管插管法记录尿量。 2. 观察几种因素对尿生成的影响。
二、实验原理
尿的生成包括 3个过程：即肾小球的滤过作用（血尿屏障）、肾小管和集合管的重吸收作用以及肾小管和集合管的分泌作用。因此，凡影响这3个过程的因素，均可影响尿的生成而引起尿量的改变。其中，肾小球的滤过作用和机体血压的变化关系密切，因此影响血压的一些因素常直接或间接的影响尿的生成。
尿液的收集可用输尿管插管或膀脱插管；生成尿量的多少，可用单位时间（如1min）内的尿滴数或ml数表示。
三、实验材料与器械
家兔，兔手术台，哺乳类常用手术器械，生理信号采集系统，医用静脉输液装置 ，双凹夹，气管插管，纱布 ，脱脂棉球 ，丝线 ，注射器 (1 mL、5ml 、10 ml 、20 ml)，生理盐水，3%戊巴比妥钠，利尿剂，输尿管插管等。
四、实验步骤 1. 实验前准备
让家兔在实验前大量饮水或进食蔬菜等含水最大的食物。 2. 麻醉与固定
耳缘静脉缓慢注射戊巴比妥钠麻醉 ，待动物麻醉状态稳定后背位固定于手术台上，剪去颈部和下腹部手术野的被毛，即可进行手术。 3. 手术
（1）气管插管：方法同“实验 28 家兔动脉血压的测定及影响因素的观察”。
（2）在下腹部正中线作长约4 cm 的皮肤切口，沿腹白线切开腹壁，用手轻轻将膀胱移出腹腔。
（3）输尿管插管：当膀脱处于充盈状态时，比较易于辨认输尿管的解剖位置，故应在插管前先认清膀胱和输尿管的解剖位置关系 。 输尿管插管：认清输尿管进入膀胱的部位后，细心地分离出一侧输尿管。先在靠近膀胱处穿线结扎，再在离此结扎线约2 cm 处穿一条线，用眼科剪在管壁上剪一斜向肾侧的小切口，插入充满生理盐水的输尿管插管（可用细聚乙烯管自己制作），用线结扎固定。记数单位时间内的尿滴数。 4. 观察项目
待尿流量稳定后，进行下列各项实验观察。每项实验进行前，都应先记录一段正常尿量作为对照，然后给予药物，连续记录和观察结果。 （1）首先记录 1 min 正常尿量。
（2）耳缘静脉快速注入 20 ml 生理盐水，观察尿量（1 min 为单位）的变化。
（3）耳缘静脉注人速尿（呋塞米）1 ml 观察尿量的变化。 五、实验结果与分析
记录 1 min 正常尿量为0.75滴/min。
耳缘静脉快速注入 20 ml 生理盐水，尿量变化为2滴/min。 耳缘静脉注人速尿（呋塞米）1 ml 观察尿量的变化为5滴/min。
实验六 家兔呼吸运动的调节
一、 实验要求
1. 学习记录兔呼吸运动的方法。 2. 观察各种因素对呼吸运动的影响。 二、实验原理
呼吸运动是呼吸中枢节律性活动的反应。呼吸中枢通过支配呼吸肌的传出神经，引起呼吸肌收缩和舒张，从而产生呼吸运动。随着机体代谢需要的变化，通过调节机制，引起呼吸节律发生适应性改变，使肺的通气量发生改变，从而维持血中氧和二氧化碳含量于正常水平。体内外各种刺激，作用于中枢或作用于外周感受器可反射性地影响呼吸运动。 三．实验材料与器械
兔，手术台，常用手术器械，气管插管，张力换能器，二道记录仪或微机记录系统，注射器（20 ml 、5 ml)，橡皮管，纱布，棉球，
丝线，蛙心夹，3%的戊巴比妥钠，生理盐水等。 四．实验步骤 1.麻醉与固定
用3%的戊巴比妥钠耳缘静脉麻醉动物。待动物麻醉后，背位固定在手术台上 ，剪去颈部及剑突腹面的被毛 ，即可进行手术。 2.气管插管及分离颈部两侧迷走神经
沿颈部正中切开皮肤，用止血钳分离气管，把甲状软骨以下的气管与周围组织分离，于已暴露的气管下面用镊子穿一丝线备用。在气管近喉头2-3 cm 处作一“T”形切口，将与气管口径相近的气管插管向心方向插入气管中并用线结扎固定。分离出两侧的迷走神经，在神经下穿线备用。 3.呼吸运动的记录 4.观察项目
（1）正常呼吸运动的记录：打开记录系统，记录正常的呼吸运动曲线。
（2）增加无效腔对呼吸运动的影响 ：将长约0.5m的橡皮管连接在气管插管的一侧管上，另一侧管的橡皮管可用止血钳夹闭 ，使无效腔增加，观察并记录呼吸运动的变化。
（3）迷走神经在呼吸运动中的作用：记录一段对照呼吸曲线后，先切断一侧迷走神经，观察呼吸运动有何变化。再切断另一侧迷走神经，观察呼吸运动又有何变化。
五．实验结果及分析
增加无效腔后，呼吸变得深而快
剪断双侧迷走神经后，呼吸变得慢而深
分析：
正常的呼吸运动是有节律，呈现稳定的呼吸远动曲线
剪断一侧迷走神经后，呼吸变慢而深；剪断双侧迷走神经后，呈现很明显的慢而深的呼吸。
实验总结
其实，总的来说，这学期的生理实验我做的不是很好，像第一次实验蛙心灌流和骨骼肌收缩，就重做了一次，辗转总算是得到了较不错的实验结果。后边的实验也都有着进度慢，操作不精细，害怕动刀这样的现象，同时也因为自己给同组的人拖了后腿，不过幸好，大部分实验最后还是比较成功。非常感谢老师！
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